Un modelo porcino de hemi postoperatorio.

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 12628 (2023) Citar este artículo

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El daño unilateral al nervio frénico es una complicación temida en la cirugía de corazón congénito. Tiene efectos nocivos en recién nacidos y niños con circulación univentricular. La parálisis diafragmática, causada por daño al nervio frénico, perjudica la función respiratoria, especialmente en los recién nacidos, porque su respiración depende de las contracciones diafragmáticas. Además, los pacientes de Fontan con perfusión pulmonar pasiva se ven gravemente afectados por la lesión del nervio frénico, porque la contracción diafragmática aumenta el flujo sanguíneo pulmonar. La plicatura diafragmática se emplea actualmente para mejorar los efectos negativos de la parálisis diafragmática sobre la perfusión pulmonar y la mecánica respiratoria. Este procedimiento atenúa la compresión pulmonar por el contenido abdominal. Sin embargo, no hay contracción del diafragma plicado y, en consecuencia, no contribuye al flujo sanguíneo pulmonar. Por lo tanto, desarrollamos un modelo porcino de parálisis diafragmática unilateral para evaluar un marcapasos diafragmático. Nuestra descripción ilustrada paso a paso de la generación del modelo permite a otros replicar y utilizar nuestro modelo para estudios futuros. De este modo, podría contribuir a la investigación y el avance de posibles mejoras para estos pacientes.

La parálisis unilateral del nervio frénico y la posterior paresia hemidiafragmática han sido1 y todavía son2 una complicación infrecuente de la cirugía cardíaca pediátrica. La parálisis hemidiafragmática unilateral produce un aumento de la mortalidad, la morbilidad, las tasas de traqueostomía y la ventilación mecánica prolongada2. Mientras que algunos favorecieron un enfoque conservador3, otros optaron por una plicatura diafragmática temprana4. Sin embargo, la evaluación comparativa de ambos enfoques mostró tasas de éxito similares: el 60% de los pacientes afectados mejoraron5. Kaufman y colaboradores también realizaron la reconstrucción del nervio frénico mediante neurólisis e injerto de nervio sural en adultos6, pero este enfoque permaneció disperso y las limitaciones de tamaño impiden la transferencia al paciente pediátrico. La parálisis del nervio frénico es de particular relevancia en dos subpoblaciones en cirugía cardíaca congénita.

El primer grupo está formado por niños con circulación de Fontan: en estos pacientes, el flujo sanguíneo pulmonar se establece sin un ventrículo de soporte. La presión venosa central elevada activa el flujo sanguíneo pulmonar, asistido por el efecto de succión del diafragma durante la inspiración. Por lo tanto, el flujo sanguíneo pulmonar depende de la función diafragmática en los pacientes de Fontan, que se ven gravemente afectados por la parálisis diafragmática7. Los recién nacidos sometidos a cirugía cardíaca representan el segundo grupo y sufren más parálisis diafragmática en comparación con los niños mayores8, porque la mecánica respiratoria del recién nacido depende en gran medida de la función diafragmática9.

Actualmente, los sistemas disponibles para estimulación diafragmática se han desarrollado para uso bilateral, por ejemplo después de un traumatismo cervical alto10, síndrome de hipoventilación central congénita11 y esclerosis lateral amiotrófica12. En el contexto clínico de la lesión unilateral del nervio frénico, el desafío sigue siendo la estimulación del hemidiafragma afectado. Actualmente no existe para esta situación un sistema de estimulación, en el sentido de un circuito cerrado. Para facilitar las pruebas preclínicas de un marcapasos diafragmático unilateral totalmente implantable y activado, nuestro objetivo fue desarrollar un modelo animal preclínico de paresia hemidiafragmática posoperatoria.

Los cerdos se colocaron en posición supina sobre la mesa de operaciones (Fig. 1c). Después de un paño estéril estándar, se realizó una incisión aguda en la piel (Fig. 2a) utilizando una cuchilla tipo 10. El tejido subyacente se cortó con un bisturí monopolar (Erbe, Tübingen, Alemania) hasta que quedó expuesto el esternón (Fig. 2b). Se abrió mediante una esternotomía mediana utilizando una sierra para huesos oscilante (518.01, Synthes, Bochum, Alemania) (Fig. 2c) para lograr la exposición de ambos hemidiafragmas (Fig. 2d). Después de la apertura pleural horizontal y el desplazamiento pulmonar mediante gasas húmedas, se colocó un circuito sensor de acelerómetro (Fraunhofer IBMT, Instituto de Ingeniería Biomédica, Sulzbach, Alemania) (Fig. 3a) en el punto más craneal del hemidiafragma izquierdo (Fig. 3b). ). Fijamos el acelerómetro mediante cuatro puntos individuales en sus bordes utilizando suturas de polipropileno 5-0 (Prolene, Ethicon, Nordersted, Alemania) [Fig. 3c]. Para los registros de electromiograma se utilizan dos electrodos de gancho (Osypka, Rheinfelden, Alemania) [Fig. 3d] se colocaron a 10 mm de distancia del acelerómetro. La posición de los electrodos de gancho era lo más cerca posible de la pared torácica lateral (Fig. 3e), en la cual los fijamos al diafragma usando una puntada en U de polipropileno 5-0 (Prolene, Ethicon, Norderstedt) para cada electrodo ( Figura 3f). Después de instrumentar completamente el hemidiafragma izquierdo, las líneas del acelerómetro y los electrodos de gancho se fijaron a la piel directamente lateral a la esternotomía con puntos individuales utilizando suturas de fibra de poliéster de tamaño 0 (Mersilene, Ethicon, Norderstedt, Alemania) [Fig. 4a].

Los cerdos y la configuración experimental. (a) Un cerdo representativo en su caja, parcialmente debajo de la lámpara de calor, con parte del material para jugar al fondo. (b) Nuestra sala de operaciones con su configuración completa sin cerdos y sin eco. (c) La configuración completa de nuestro experimento antes de la preparación y aplicación de los campos quirúrgicos al cerdo.

Obteniendo acceso al corazón. La orientación es la misma en todas las imágenes: la dirección rostral está en la parte inferior y la dirección caudal en la parte superior de la imagen. (a) Situación preoperatoria después de cubrir completamente a los cerdos. (b) Incisión de la piel mediante bisturí y preparación monopolar de los tejidos subcutáneos hasta que quedó expuesto el esternón. (c) Esternotomía mediana utilizando una sierra para huesos oscilante. (d) Exposición completa del corazón desde su base hasta el ápice y acceso bilateral a ambos hemidiafragmas. ♥ designa el corazón. ▲ designa el esternón. ● designar el pericardio. ⌂ designa el timo.

Instrumentación del hemidiafragma izquierdo. La orientación es la misma en todas las imágenes: la dirección rostral está en la parte inferior y la dirección caudal en la parte superior de la imagen. ♥ designa el corazón. ▲ designa el esternón. ● designar el pericardio. ■ designa el diafragma. ♦ designa el pulmón. ⌂ designa el timo. (a) Descripción detallada del acelerómetro utilizado en el experimento. (b) Posicionamiento del acelerómetro en el punto más craneal del hemidiafragma izquierdo del cerdo. (c) Fijación del acelerómetro al diafragma mediante cuatro simples puntadas a los bordes del acelerómetro. (d) Descripción detallada de los electrodos de gancho utilizados para las lecturas de electromiograma. (e) Implantación de los electrodos de gancho en el hemidiafragma izquierdo. (f) Colocación de los electrodos de gancho lo más lateral posible y cerca de la pared torácica con 10 mm de distancia entre sus polos.

Instrumentación del hemidiafragma derecho. La orientación es la misma en todas las imágenes: la dirección rostral está en la parte inferior y la dirección caudal en la parte superior de la imagen, excepto en el panel (a), en el que la caudal está en la parte superior derecha y la rostral en la parte inferior izquierda de la imagen. ♥ designa el corazón. ▲ designa el esternón. ● designar el pericardio. ■ designa el diafragma. ♦ designa el pulmón. ⌂ designa el timo. (a) Fijación de los cables a la piel directamente adyacente a la herida de la esternotomía con puntos simples. (b) Implantación de un acelerómetro en el punto más craneal del hemidiafragma derecho. (c) Fijación del acelerómetro al hemidiafragma derecho mediante simples puntadas en los bordes del acelerómetro. (d) Descripción detallada de los electrodos de gancho utilizados para la estimulación diafragmática. (e) Implantación de los electrodos de estimulación directamente adyacentes a la inserción del nervio frénico en el diafragma. f) Fijación de los cables de los dispositivos implantados a la piel. Tenga en cuenta la distancia de aproximadamente 10 mm entre los polos de los electrodos de estimulación.

Se repitieron los mismos pasos en el hemidiafragma derecho del cerdo: también se colocó un acelerómetro en el punto más craneal del hemidiafragma derecho (Fig. 4b). Se le fijó el acelerómetro utilizando nuevamente cuatro puntos individuales en los bordes con suturas de polipropileno 5-0 (Fig. 4c). Posteriormente se colocaron dos electrodos de estimulación miocárdica temporal (Osypka, Rheinfelden, Alemania) [Fig. 4d] fueron suturados al hemidiafragma derecho. Los electrodos de estimulación se localizaron adyacentes al punto de inserción del nervio frénico derecho (Fig. 4e), utilizando puntos en U de una sutura de polipropileno 6-0 con una distancia de 10 mm entre el par de electrodos. Los electrodos de gancho se colocaron de manera similar a la del hemidiafragma izquierdo: lo más lateral posible y cerca de la pared torácica con una distancia de 10 mm entre sus polos. Los electrodos también se aseguraron de manera similar con puntos en U de una sutura de polipropileno 6-0. Todas las líneas de los electrodos de estimulación y el acelerómetro se aseguraron a la piel, cerca de la herida de la esternotomía, mediante puntos individuales de una sutura de fibra de poliéster de tamaño 0 (Fig. 4f).

Se colocó un electrodo con manguito de silicona para neuroestimulación bipolar (Fraunhofer IBMT, Instituto de Ingeniería Biomédica, Sulzbach, Alemania) (Fig. 5a) en el nervio frénico derecho: se utilizaron dos puntos de seda de 3-0 en el pericardio para retraer el corazón hacia la izquierda, exponiendo así el espacio entre la superficie medial del pulmón derecho y la circunferencia derecha del corazón (Fig. 5b). Esto permitió la identificación del nervio frénico derecho al nivel de la vena cava inferior (Fig. 5c, f). Se realizó una neurólisis limitada de alrededor de 20 mm mediante disección cortante, teniendo cuidado de no dañar ni el nervio frénico ni sus vasos nutritivos (Fig. 5d). Después de la colocación final del electrodo de estimulación en el nervio frénico derecho (Fig. 5e, f), sus líneas se aseguraron a la piel con puntos individuales de una sutura de fibra de poliéster de tamaño 0.

Instrumentación del nervio frénico derecho. La orientación es diferente a las figuras anteriores: en los paneles (a) y (b), la dirección rostral está en la parte superior izquierda y la dirección caudal está en la parte inferior derecha de la imagen. En los paneles (d) y (e), la dirección rostral está en la parte superior y la dirección caudal en la parte inferior de la imagen. En los paneles (c) y (f), la dirección rostral está en la parte inferior y la dirección caudal en la parte superior de la imagen. ♥ designa el corazón. ▲ designa el esternón. ● designar el pericardio. ■ designa el diafragma. ♦ designa el pulmón. ← designa el nervio frénico. → designa el nervio vago. ▌ designa el esófago. ∫ designa la vena cava inferior. ∞ designa la vena ácigos. ⌂ designa el timo. (a) Representación detallada del electrodo de manguito de silicona para la neuroestimulación bipolar del nervio frénico. (b) Se abrió la pleura derecha y se identificó el nervio frénico a lo largo de su trayecto. (c) La posición prevista del electrodo de neuroestimulación a lo largo del nervio frénico al nivel de la vena cava inferior. (d) Mayor exposición del nervio frénico derecho después de una neurólisis aguda limitada para permitir la colocación del electrodo neuroestimulador. (e) Configuración final con todos los dispositivos implantados. (f) Representación detallada del electrodo neuroestimulador en el nervio frénico.

Para garantizar la reexpansión de los pulmones después de la instrumentación torácica (Fig. 6), la presión al final de la espiración se aumentó temporalmente a 10 hectopascal durante 15 minutos. El hemidiafragma derecho podría estimularse mediante los electrodos de estimulación en el diafragma o el electrodo nervioso. Esto permite la identificación de diferentes umbrales de detección antes y después de la sección del nervio frénico derecho. La estimulación diafragmática del lado derecho podría activarse mediante el electromiograma del hemidiafragma izquierdo intacto. Esto permite la estimulación diafragmática unilateral sincronizada mediante el hemidiafragma no parético.

Representación en vista superior de la configuración experimental con todos los dispositivos implantados adheridos a ella. La orientación del ejemplar corresponde al punto de vista.

El éxito de la sección del nervio frénico derecho se evaluó mediante las lecturas del electromiograma. Antes de la transección, ambos hemidiafragmas trabajaban en paralelo (Fig. 7a). Después de la sección del nervio frénico derecho, la actividad muscular solo se pudo observar en el hemidiafragma izquierdo, mientras que ya no había actividad muscular en el hemidiafragma derecho (Fig. 7b). También visualizamos la paresia hemidiafragmática derecha mediante fluoroscopia, que demostró la paresia bajo respiración espontánea (video complementario). La estimulación exitosa se pudo demostrar utilizando ultrasonido como método diferente de evaluación: durante el ciclo inspiratorio del respirador, hubo un movimiento pasivo mínimo del hemidiafragma derecho (Fig. 8a). Después de la estimulación externa en el nervio frénico derecho, hubo un movimiento sustancial del hemidiafragma derecho que indica una estimulación externa exitosa (Fig. 8b).

Las lecturas de electromiografía confirmaron hemiparesia diafragmática unilateral y éxito de la estimulación externa. La curva superior en ambos paneles representa el hemidiafragma izquierdo y la curva inferior en ambos paneles representa el hemidiafragma derecho. Se utilizó un filtro de paso alto de 100 Hz. (a) Los nervios frénicos de ambos hemidiafragmas funcionan en paralelo y ambos hemidiafragmas muestran actividad muscular en paralelo, como lo muestran las lecturas de electromiografía. (b) Después de la sección del nervio frénico derecho, el electromiograma del hemidiafragma derecho no muestra ninguna actividad muscular, mientras que el hemidiafragma izquierdo muestra la misma actividad que antes.

Examen ecográfico del nervio frénico derecho estimulado externamente. (a) Excursión diafragmática mínima sin estimulación durante el ciclo inspiratorio del respirador. (b) Excursión diafragmática regular después de la estimulación externa del nervio con un estímulo de 0,5 mA.

Los cerdos fueron sacrificados una vez finalizados los experimentos. Los cambios histológicos del diafragma debidos a la estimulación directa no se observaron en las vistas transversales (Fig. 9a-c) o longitudinales (Fig. 9d-f), en comparación con un diafragma intacto revelado (Fig. 9g-i).

Los análisis histológicos no revelaron daño al diafragma. Todos los paneles representan un aumento de 10 veces. Los paneles (a–c) representan una vista transversal del diafragma estimulado. Los paneles (d–f) representan una vista longitudinal del diafragma estimulado. Los paneles (g-i) representan la vista transversal de un diafragma sano y no muestran diferencias en comparación con el diafragma estimulado. En los paneles (a), (d), (g) se utilizó tinción con hematoxilina-eosina, en los paneles (b), (e), (h) se utilizó tinción Elastica-van Gieson y en los paneles (c), (f ), (i) se utilizó la tinción tricrómica de Masson.

Los cerdos han sido el modelo elegido para investigar los efectos de la parálisis del nervio frénico desde la década de 1980, pero con intensidad variable13,14,15,16,17. Recientemente, el interés de la investigación sobre este tema ha vuelto a ganar terreno: se ha desarrollado un modelo de lesión unilateral del nervio frénico mediante ligadura toracoscópica en cerdos Landrace18. Además, se ha evaluado la fisiología respiratoria de la paresia hemidiafragmática en cerdos de raza mixta noruego-yorkshire19. Esto respalda la idea de que el cerdo es un modelo aceptado para la investigación preclínica sobre la disfunción diafragmática. Aunque no existe un modelo animal perfecto que refleje la condición humana20, uno puede esforzarse por lograr resultados significativos acercándose lo más posible a la anatomía y fisiología humanas21. Los cerdos tienen características fisiológicas similares a las de los humanos, particularmente en los primeros días de vida22, lo que los convirtió en el modelo animal favorito de las enfermedades infantiles23. Se ha demostrado que el peso de los órganos torácicos y abdominales de los porcinos puede ser similar al de los lactantes20. Esto también respalda el uso de cerdos para modelar la disfunción diafragmática después de una cirugía cardíaca.

Entre varios otros factores, se ha identificado que los límites de recuento de palabras afectan negativamente a la reproducibilidad, porque los límites de recuento de palabras requieren que la investigación se condense en la forma más breve posible24. Una revisión sistemática evaluó el cumplimiento de las directrices ARRIVE en los informes de modelos porcinos: descubrió que las condiciones de cría, los resultados experimentales y los análisis estadísticos a menudo se informaban de forma deficiente25. Los informes detallados son cruciales no sólo para la replicación, sino también para otros laboratorios que deseen utilizar un modelo descrito previamente. El uso del mismo modelo por parte de otros grupos daría como resultado una mayor reproducibilidad debido a una mayor heterogeneidad26. En consecuencia, las descripciones de modelos fueron ganando terreno en revistas especializadas27,28,29 y generalistas30,31 con el fin de mejorar la reproducibilidad de los estudios experimentales con animales. Para contribuir a este objetivo, optamos por separar la descripción y construcción del modelo de la difusión de resultados. En la forma actual, podríamos evitar caer presa de límites de palabras o de números máximos de cifras que darían lugar a la omisión de detalles necesarios. La descripción ilustrada paso a paso permite la replicación de nuestro modelo animal por parte de otros grupos.

En comparación con los modelos existentes de paresia hemidiafragmática18, nuestro modelo ofrece la ventaja de modificarse para modelar todos los pasos de una circulación de un solo ventrículo. Los órganos torácicos ya quedaron expuestos mediante la esternotomía. Esta expansión potencial es crucial, porque estos niños corren un riesgo particular de parálisis del nervio frénico debido a operaciones recurrentes32,33. Además, los niños con ventrículo único se ven más gravemente afectados por la parálisis hemidiafragmática, ya que da como resultado una circulación de Fontan deficiente34, que posteriormente puede conducir a una circulación de Fontan deficiente35. Esto enfatiza la importancia de un modelo bien documentado, ampliable y reproducible de paresia hemidiafragmática para evaluar nuevos tratamientos potenciales que se necesitan con urgencia. Debido a su descripción paso a paso acompañada de una descripción fotográfica detallada de todos los pasos, nuestro informe permite la reproducción de la generación del modelo por parte de otros grupos. De este modo, otros pueden utilizar el modelo para experimentos adicionales y, con suerte, contribuir a una mejora adicional en el cuidado de estos niños gravemente afectados a largo plazo.

Utilizamos cinco cerdos autóctonos alemanes, cuatro machos y una hembra, cada uno de los cuales era una unidad experimental, con un peso de x̄̄ = 19,9 (intervalo de confianza del 95%: 16,85–22,95) kg. Se utilizaron cinco animales porque las simulaciones de Montecarlo demostraron que cinco animales deberían ser suficientes para un estudio piloto36. Los cerdos fueron suministrados internamente por la Escuela Agrícola de la Universidad Rheinische Friedrich-Wilhelms de Bonn, Bonn, Alemania. Los cerdos tenían un estado microbiológico convencional y tuvieron un período de aclimatación de tres días en nuestras instalaciones. La temperatura se reguló entre 16 y 18 °C con una humedad relativa entre 50 y 60%. El aire dentro de las instalaciones se renueva al menos 8 veces por hora. Los cerdos se alojaron solos dentro de su caja de 4 a 6 metros cuadrados que estaba enriquecida con cadenas, pelotas y material adicional para jugar (Fig. 1a). El cerdo disponía de una lámpara de calefacción infrarroja en todo momento para garantizar un calentamiento activo durante los períodos de descanso. Se utilizaron ciclos de luz-oscuridad de doce horas con iluminación artificial entre las 7 y las 19 horas. Se suministró agua potable ad libitum y los cerdos fueron alimentados con pienso regular (Altromin 9023, Altromin Spezialfutter, Lage, Alemania).

Los cerdos habían sido sometidos a un período de ayuno preoperatorio de doce horas. Los experimentos comenzaron por la mañana y solo se operó un cerdo cada quince días para separar claramente los experimentos en miniexperimentos independientes37. La premedicación consistió en ketamina aplicada por vía intramuscular (20 mg/kg) [WDT, Garbsen, Alemania] en combinación con azaperona (2 mg/kg) [Richter Pharma, Wels, Austria] y atropina (0,02 mg/kg) [B.Braun, Melsungen, Alemania]. Después de lograr una sedación adecuada, se implementó un acceso venoso con un catéter Jelco® de 1,1 mm de diámetro exterior (Smith Medical, Grasbrunn, Alemania) en una de las venas del oído. La inducción de la anestesia consistió en piritramida (0,5 mg/kg) [Hameln Pharma, Hameln, Alemania] y propofol (10 mg/kg) [CP Pharma, Burgdorf, Alemania]. Se evitó la relajación muscular para disminuir el riesgo de hipertermia maligna. Aseguramos las vías respiratorias mediante intubación endotraqueal utilizando una hoja Miller recta de tamaño 4 con un tubo endotraqueal curvado con micromanguito de 5,0 mm de diámetro interno (Avanos, Hamburgo, Alemania). Para la ventilación invasiva utilizamos un Servo-i (Maquet, Rastatt, Alemania) con ventilación obligatoria intermitente sincronizada con una frecuencia de alrededor de 15 por minuto, una presión inspiratoria de 15 cmH2O y una presión positiva al final de la espiración de 5 cmH2O. La anestesia general se mantuvo con infusión intravenosa continua de propofol (1 a 5 mg/kg) a través de un Perfusor®Space (B.Braun, Melsungen, Alemania) combinado con dosis repetidas de piritramida (0,2 a 0,5 mg/kg) y suplementada con ocasionales dosis únicas de ketamina (5–10 mg/kg) o midazolam (0,5 mg/kg) [B.Braun, Melsungen, Alemania]. Monitorizamos la profundidad de la anestesia intravenosa total con el sistema Narcotrend a través de un monitor CompactM para uso intraoperatorio (Narcotrend, Hannover, Alemania). Los electrodos de aguja (Neuroline Twisted Pair Subdermal, 12 × 0,4 mm, Ambu, Ballerup, Dinamarca) se colocaron en las posiciones estándar de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Durante el procedimiento, a los cerdos se les realizó el electroencefalógrafo Kugler-stadium38 D0. Esta etapa corresponde a la anestesia general.

Los signos vitales de los cerdos se controlaron utilizando un monitor Infinitiy C500 (Dräger, Lübeck, Alemania) para electrocardiograma, oximetría de pulso y presión arterial invasiva. Para la capnometría utilizamos Datex-Ohmeda S/5 (Datex-Ohmeda, Duisburg, Alemania) (Fig. 1b). Insertamos una vía arterial (2,7 French leadercath, Vygon, Aachen, Alemania) en la arteria femoral derecha para la monitorización continua de la presión arterial y una vía central de tres luces (5,5 French, Teleflex, Fellbach, Alemania) en la vena femoral derecha (Fig. .1c). Los análisis de gases en sangre arterial se analizaron en una máquina RapidPoint® 500 (Siemens Healthineers, Erlangen, Alemania). También colocamos un catéter transuretral de 10 Charrière con termistor incluido (Asid Bonz, Herrenberg, Alemania) para controlar la diuresis y la temperatura intravesical. También se midió la temperatura con una sonda esofágica del 9 French (Smiths Medical, Grasbrunn, Alemania). Los líquidos de mantenimiento se infundieron a una velocidad de x̄ = 316,49 ml/h (intervalo de confianza del 95 %: 158,59–474,39) utilizando Ionosteril 1/1 (Fresenius Kabi, Bad Homburg, Alemania).

La excursión diafragmática se evaluó mediante ultrasonido en un plano subxifoideo con modo M utilizando un Philips HD 15 (Philips, Ámsterdam, Países Bajos) y un transductor de matriz sectorial S5–2,5 MHz.

Al final del experimento, los cerdos fueron sacrificados usando T61® (tetracaína/mebezonio/embutramida) [Intervet, München, Alemania] a una dosis de 0,5 ml/kg. Se explantó el diafragma y se estiraron trozos de tejido de 1 × 1 × 0,3 cm del diafragma sobre placas de corcho, se sumergieron en una solución tamponada de formaldehído al 4% (pH 6,9) (Sigma Aldrich, Darmstadt, Alemania) y se fijaron durante 12 a 24 h a temperatura ambiente. temperatura. Cortamos una sección longitudinal y transversal de cada muestra, deshidratamos las muestras en concentraciones ascendentes de alcohol y las incrustamos en cera de parafina Tissue-Tek III (Sakura Finetek, Alphen aan de Rhijn, Países Bajos). Se cortaron secciones de 3 µm de espesor, se tiñeron con hematoxilina-eosina y Elastica-van-Gieson (Medite Tissue Stainer, Medite, Burgdorf, Alemania), de acuerdo con nuestros protocolos de rutina. Además, se realizó la tinción tricrómica de Masson para cada muestra siguiendo el protocolo del fabricante (Avantor, VWR, Darmstadt, Alemania). Se capturaron imágenes de diapositivas utilizando el sistema de cámara pathoZoom (Smart in Media AG, Colonia, Alemania) conectado a un microscopio Leica DM 2500 (Leica, Wetzlar, Alemania).

Los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con la Ley alemana sobre bienestar animal y sus leyes posteriores, que están de acuerdo con el Convenio ETS 123 del Consejo de Europa. La agencia estatal competente, Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, aprobó el estudio ( permiso: 81-02.04.2020.A392). Nuestro estudio cumplió con las directrices ARRIVE 2.039.

Todos los datos generados o analizados durante este estudio se incluyen en este artículo publicado.

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Los autores agradecen a Anne-Sophie Kronberg, Jan Dauvergne y Christoph Oetzmann von Sochaczewski por su invaluable asistencia técnica. El presente estudio fue financiado por la kinderherzen Fördergemeinschaft Deutsche Kinderherzzentrum eV (www.kinderherzen.de).

Financiamiento de Acceso Abierto habilitado y organizado por Projekt DEAL.

Departamento de Cardiología Pediátrica, Hospital Universitario de Bonn, Bonn, Alemania

Tobías Kratz, Ulrike Herberg y Johannes Breuer

Fraunhofer IBMT, Instituto de Ingeniería Biomédica, Sulzbach, Alemania

gorguera romana

Instituto de Patología, Hospital Universitario de Bonn, Bonn, Alemania

Marit Bernhardt

Departamento de Pediatría, Hospital Universitario de Bonn, Bonn, Alemania

David Katzer

Departamento de Cardiología Pediátrica, Hospital Universitario de Aquisgrán, Aquisgrán, Alemania

Ulrike Herberg

Departamento de Cirugía Cardíaca Pediátrica, Hospital Universitario de Bonn, Bonn, Alemania

Boulos Asfour y Benjamín Bierbach

Departamento de Cirugía, División de Cirugía Pediátrica, Hospital Universitario de Bonn, Bonn, Alemania

Christina Oetzmann von Sochaczewski

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Diseño del estudio: TK, RR, UH, BA, JB, CO, BB Recopilación de datos: TK, RR, DK, MB, CO, BB Redacción: TK, CO, BB Revisión crítica: RR, DK, MB, UH, BA, JB Todos los autores están de acuerdo con el envío. TK es el garante del trabajo.

Correspondencia a Christina Oetzmann von Sochaczewski.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Vídeo complementario 1.

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Reimpresiones y permisos

Kratz, T., Ruff, R., Bernhardt, M. et al. Un modelo porcino de paresia hemidiafragmática posoperatoria para evaluar un marcapasos diafragmático unilateral. Informe científico 13, 12628 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-39468-w

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Recibido: 23 de enero de 2023

Aceptado: 26 de julio de 2023

Publicado: 03 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-39468-w

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